上一期我们推荐的是转录组经典表达量矩阵下游分析大全 本期我们聊聊可变剪切,流程里面写的差异转录本,或者差异外显子,都差不多的意思。
全部bioconductor流程链接在;http://www.bioconductor.org/packages/release/BiocViews.html#___GeneExpressionWorkflow 目前的27个流程,已经分门别类的整理好了,我们每个月学一个流程,预计两年就可以成为生物信息学领域的全栈工程师啦!
参考文献:F1000Research 2019, 8:213 Last updated: 18 MAR 2019
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我们首先看看转录组领域的基因表达相关流程吧,首先一起学习的是Swimming downstream: statistical analysis of differential transcript usage following Salmon quantification
这个就没有中文版了,实际上是使用salmon软件把我们的RNA-seq测序的fastq数据根据参考转录组进行定量后,走几个R包流程。
if (!requireNamespace("BiocManager", quietly = TRUE))
install.packages("BiocManager")
BiocManager::install("rnaseqDTU")
因为原文写的实在是太详细了,我这里就不拷贝粘贴了,大家直接去阅读即可:
全部目录如下;
首先是salmon的:
salmon quant -i $index -l A -1 $fq1 -2 $fq2 -p 4 -o quants/${sample}_quant
每个样本的fq测序数据都会被
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然后把所有的样本的quant.sf文件批量读取到R里面:
rm(list = ls())
options(stringsAsFactors = F)
library(rnaseqDTU)
library(tximport)
files=list.files('quants/',pattern = 'quant.sf',recursive = T,full.names = T)
txi <- tximport(files, type="salmon", txOut=TRUE,
countsFromAbundance="scaledTPM")
cts <- txi$counts
cts <- cts[rowSums(cts) > 0,]
library(GenomicFeatures)
# 文件 gencode.v32.annotation.gtf.gz 自己在gencode数据库网页下载即可
gtf <- "../database/gencode/gencode.v32.annotation.gtf.gz"
txdb.filename <- "gencode.v32.annotation.sqlite"
txdb <- makeTxDbFromGFF(gtf)
saveDb(txdb, txdb.filename)
txdb <- loadDb(txdb.filename)
txdf <- select(txdb, keys(txdb, "GENEID"), "TXNAME", "GENEID")
tab <- table(txdf$GENEID)
txdf$ntx <- tab[match(txdf$GENEID, names(tab))]
cts[1:3,1:3]
range(colSums(cts)/1e6)
head(txdf)
cts=cts[rownames(cts) %in% txdf$TXNAME,]
dim(cts)
txdf <- txdf[match(rownames(cts),txdf$TXNAME),]
all(rownames(cts) == txdf$TXNAME)
counts <- data.frame(gene_id=txdf$GENEID,
feature_id=txdf$TXNAME,
cts)
save(counts,files,file = 'salmon-out.Rdata')
上面整理salmon结果的代码,看起来很复杂,其实修改的地方不多,值得注意的是:
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表达矩阵的第一列是基因的ID,第二列是转录本的ID,后面才是表达量哦。
有一个分组信息,我这里并没有给出我的代码,因为每个人的项目不一样,你需要自己制作,但凡有点R语言基础的,都是没有问题啦。就是 samps 那个变量的内容,有了它,下面的DRIMSeq流程分析差异转录本表达量才有意义。
接着运行DRIMSeq流程即可:
library(DRIMSeq)
d <- dmDSdata(counts=counts, samples=samps)
d
counts(d[1,])[,1:4]
n <- 12
n.small <- 6
d <- dmFilter(d,
min_samps_feature_expr=n.small, min_feature_expr=10,
min_samps_feature_prop=n.small, min_feature_prop=0.1,
min_samps_gene_expr=n, min_gene_expr=10)
d
table(table(counts(d)$gene_id))
design_full <- model.matrix(~condition, data=DRIMSeq::samples(d))
colnames(design_full)
table(samps$condition)
set.seed(1)
system.time({
d <- dmPrecision(d, design=design_full)
d <- dmFit(d, design=design_full)
d <- dmTest(d, coef="conditionControl")
})
res <- DRIMSeq::results(d)
head(res)
res.txp <- DRIMSeq::results(d, level="feature")
head(res.txp)
no.na <- function(x) ifelse(is.na(x), 1, x)
res$pvalue <- no.na(res$pvalue)
res.txp$pvalue <- no.na(res.txp$pvalue)
save(d,res,res.txp,file = 'DRIMSeq-out.Rdata')
是不是非常简单,就拿到了全部的转录本水平的差异表达 呢,还可以可视化如下:
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可以看到,我举例的这个项目里面,tumor和control组的样本量是不平衡的,而且基因ID也不容易理解,大家可以自行转换为基因的symbol,这样出图更直观。
我在《生信分析人员如何系统入门Linux(2019更新版)》把Linux的学习过程分成6个阶段 ,提到过每个阶段都需要至少一天以上的学习:
我在在生信分析人员如何系统入门R(2019更新版) 里面给初学者的知识点路线图如下: